【资料】 【文献翻译】爱沙尼亚狼群的寄生虫情况调查 狼, 寄生虫, 文献, 翻译

羽·凌风

热腾腾(?)的文献出炉，两天完成比我想象的进度要快许多耶~
变成狼的各位，要小心寄生虫哦！（认真(?)）




爱沙尼亚狼群的寄生虫情况调查（着重于细粒棘球绦虫）
HELMINTHOLOGIC SURVEY OF THE WOLF (CANIS LUPUS) IN ESTONIA, WITH AN EMPHASIS ON ECHINOCOCCUS GRANULOSUS

E. Moks,1,4 I. Jo˜ gisalu,1,4 U. Saarma,1,2,4 H. Talvik,3 T. Ja¨ rvis,3 and H. Valdmann1,4,5
1 Department of Integrative Zoology, University of Tartu, Vanemuise 46, 51014, Tartu, Estonia
2 Estonian Biocentre, Riia 23, 51010 Tartu, Estonia
3 Department of Infectious Diseases, Estonian Agricultural University, Kreutzwaldi 62, 51014, Tartu, Estonia
4 Authors contributed equally to this work
5 Corresponding author (email: [email protected])

摘要 ABSTRACT：我们收集了在2000/2001和2003/2004年狩猎季死亡的26具狼尸体，以检测其寄生虫情况。总计发现了十三种寄生虫：一种吸虫（有翼翼状吸虫Alaria alata），七种绦虫（阔节裂头绦虫Diphyllobothrium latum、线中殖孔绦虫Mesocestoides lineatus、泡状带绦虫Taenia hydatigena、多头带绦虫Taenia multiceps、羊带绦虫Taenia ovis、豆状带绦虫Taenia pisiformis和细粒棘球绦虫Echinococcus granulosus），五种线虫（狭头钩虫Uncinaria stenocephala、狮弓蛔虫Toxascaris leonina、犬弓蛔虫Toxocara canis、本地毛形线虫Trichinella nativa和旋毛虫Trichinella britovi）。其中最常见的是有翼翼状吸虫A. alata和狭头钩虫U. stenocephala。成熟的细粒棘球绦虫Echinococcus granulosus是在爱沙尼亚首次发现和描述，并且也已用限制性片段长度多态性聚合酶链反应（PCR-RFLP）技术分析查清其特性。对其NADH脱氢酶1(mtND1)基因线粒体DNA片段测序后发现，来自爱沙尼亚的细粒棘球绦虫和来自芬兰的驯鹿和驼鹿体内的相同，均为第十种基因型（G10）。

关键词：灰狼 Canis lupus，细粒棘球绦虫 Echinococcus granulosus，爱沙尼亚寄生虫 Estonia helminths，旋毛虫属 Trichinella

从上一个冰河时代开始，狼Canis lupus就生活在了爱沙尼亚，且在一段时间内他们数量庞大(Lepiksaar, 1986; Lougas and Maldre, 2000)。最近的研究发现，狼的种群数量波动受捕猎压力和迁入率影响(Valdmann et al., 2004a)。与俄罗斯狼群的密切联系是爱沙尼亚狼群非常丰富的主要因素，该地的捕猎程度再高也是如此。根据2005年的监测数据，整个爱沙尼亚分布有85只狼。狩猎具有配额的限制，2004年总计猎杀了37头狼。

北欧和东欧狼的寄生虫数据是相当缺乏的。做过欧洲狼寄生虫研究的地区有俄罗斯欧洲部分(Jushkov, 1995)、立陶宛(Kazlauskas and Prusaite, 1976)、波兰(Soltys, 1964)和白俄罗斯(Shimalov and Shimalov, 2000)。有关细粒棘球绦虫(Hirvela-Koski et al., 2003)和旋毛虫属线虫类在狼中的分布研究，曾在芬兰(Oivanen et al., 2002)和爱沙尼亚(Jarvis et al., 2001; Miller, 2003)做过。此外，邻近国家也曾记录过感染了细粒棘球绦虫的狼，即俄罗斯(Jushkov, 1995)和立陶宛(Kazlauskas and Prusaite, 1976)。无论如何，栖息于森林地区的细粒棘球绦虫的生活史循环只在芬兰有描述：狼是最终宿主，而驯鹿Rangifer tarandus和驼鹿Alces alces是中间宿主(Hirvela-Koski et al., 2003)。

棘球绦虫属Echinococcus的绦虫是哺乳动物的主要寄生虫，其物种包括：细粒棘球绦虫E. granulosus、多房棘球绦虫E. multilocularis、少节棘球绦虫E. oligarthrus和伏氏棘球绦虫E. vogeli。细粒棘球绦虫能引发威胁生命的棘球蚴病（cystic echinococcosis），是医学和公共安全领域的象征性指标。狼，被认为是生活在欧亚大陆北纬地区的野生食肉动物中，细粒棘球绦虫的重要最终宿主；而驯鹿和驼鹿是中间宿主。在家养环境下，最终宿主是家犬，其他牲畜是中间宿主(Eckert et al., 2001)。

在这个属中，细粒棘球绦虫具有最多样的特征。人们根据宿主和地理视距鉴定并分类出十种基因型（G1–G10）(McManus, 2002; Lavikainen et al., 2003)。在人类体内至少发现了其中七种（G1, G2, G5, G6, G7, G8和G9）(Thompson and McManus, 2002)。细粒棘球绦虫的遗传多样性似乎可以反应其对不同宿主传染性的差别(McManus, 2002)，并且一些类型对人类具有威胁，这对于解释特定物种的起源和菌株鉴定都具有很重要的意义。这些发现可能对公共卫生影响重大。
现在这个研究的目标在于，提供爱沙尼亚狼群寄生虫类群的第一笔数据，并描述其中细粒棘球绦虫样本的特征。

在2000/2001和2003/2004年的狩猎季中，我们从爱沙尼亚15个郡的其中9个收集了共26具狼的尸体。我们根据性别和年龄将他们分为两类：幼仔（<2岁，体重<40 kg）和成体（>2岁，体重>40 kg）。

在检验之前，材料都被冰冻保存。我们用漂浮浓集法（flotation method）检验粪便中的寄生虫卵。肌肉样本取自胫骨前肌（tibialis anterior muscle），并利用压缩法（compression method）检测旋毛虫幼虫。关于旋毛虫种类的鉴定则是交给旋毛虫参照中心（Trichinella Reference Centre）。随机扩增多态性DNA分析（random amplified polymorphic DNA analysis (RAPD)）也被使用，并遵照Bandi et al.(1995)的协议。气管、肺、心脏、肠道、肝脏、胆囊、肾脏和膀胱被单独分开，并以公认的寄生虫检测方式进行检查(Howie, 2000)。

寄生虫被固定在Barbagallo溶液中(Parre, 1985)。棘球绦虫样本被保藏在90%酒精中。所有寄生虫均被计数并鉴定。我们根据Kozlov (1977)的文献鉴定吸虫、线虫和绦虫。多节绦虫亚纲的绦虫属和细粒棘球绦虫样本则分别依据Verster (1969)和Abuladze (1964)的文献进行鉴定。由于爱沙尼亚以前未发现过成熟的细粒棘球绦虫，我们使用了分子遗传方法来确认形态学上的鉴定。寄生虫样本储存在爱沙尼亚的塔尔图大学动物学博物馆，登记号No. 1。

我们从一条狼体内发现了两个细粒棘球绦虫的成熟样本，并将它们用于DNA提取、PCR、PCR-RFLP和序列分析。一个来自赤狐Vulpes vulpes的成熟多房棘球绦虫E. multilocularis样本数据(Moks et al., 2005)被用于对照分析。

提取自细粒棘球绦虫的基因组DNA用高纯度PCR模板制备试剂盒（High Pure PCR Template Preparation Kit）(Roche Diagnostics, Mannheim, Germany)，根据厂商的协议进行保存。根据Gonzalez et al. (2002)的文献，我们分析了Eg9和Eg16基因座。Eg9位点用寡核苷酸引物PEg9F1和PEg9R1扩增，Eg16用PEg16F1和PEg16R1。Eg9和Eg16的PCR使用总容量20 ml的容器容纳20–80 ng提纯后的基因组DNA、4 pmol引物、1X BD Advantage 2 PCR缓冲液(BD Biosciences, San Jose, California, USA)、1 U of BD Advantage 2聚合酶混合物、0.2 mM脱氧核糖核苷三磷酸（dNTP）(Fermentas, Vilnius, Lithuania)和1.5 mM MgCl2。PCR循环参数为：95℃变性1 min，接着在95℃延伸30 sec、60℃延伸30 sec、68℃延伸40 sec，最后是在68℃延伸7 min，共37个循环。接着将7 ml的Eg9-PCR产物用10 U Cfo I (Roche Diagnostics)或者Rsa I (New England Biolabs, Beverly, Massachussettes, USA)加至总量10 ml限制切割5 hr。PCR和PCR-RFLP产物都用于2%琼脂糖凝胶电泳，在紫外光下用溴化乙锭染色并拍照。

一个529碱基对的线粒体DNA NADH脱氢酶1(mtND1)片段用引物NDfor1（5’ AGATTCGTAAGGGGCCTAATA 3’）和NDrev1（5’ ACCACTAACTAATTCACTTTC 3’）扩增(Turcekova et al., 2003)。接着将20–80 ng提纯的基因组DNA和4 pmol引物用于PCR，进行反应的总量为20 ml。PCR循环参数为：95℃变性1 min，接着在95℃延伸30 sec、50℃延伸30 sec、68℃延伸45 sec，最后在68℃延伸7 min，共40个循环。反应体系中还有1X BD Advantage 2 PCR缓冲液、1U BD Advantage 2聚合酶混合物、0.2 mM脱氧核糖核苷三磷酸和1.5 mM MgCl2。PCR产物使用虾碱性磷酸酶和核酸外切酶纯化处理。一单位的每种酶(USB, Cleveland, Ohio, USA)加入在10 ml PCR反应物中，并在37℃下培养30 min，接着在80℃下进行15 min的灭活。DNA循环测序的载体是DYEnamic ET终结者循环测序试剂盒（DYEnamic ET Terminator Cycle Sequencing Kit）(Amersham Biosciences, Uppsala, Sweden)。总量10 ml的反应液共循环33次（95℃15 sec、50℃15 sec和60℃60 sec）。我们使用ABI PRISM 377 DNA自动定序仪（ABI PRISM 377 automated DNA sequencer）(Applied Biosystems, Foster City, California, USA)测出序列。我们从两个方向上对mtND1片段进行测序，所用5 pmol NDfor1和NDrev1引物。

由CONSED软件(Gordon et al., 1998)，通过两条DNA链的数据确定出共同序列。序列通过目测和Clustal W软件(Thompson et al., 1994)进行复核。同时我们还使用BioEdit软件作为序列编辑器(Hill, 1999)。除了在研究中获得的这两个细粒棘球绦虫序列外，我们还分析了8个多房棘球绦虫（7个来自基因银行GenBank、一个来自Moks et al., 2005文献）、24个细粒棘球绦虫mtND1序列，以及基因银行中的猪带绦虫Taenia solium、伏氏棘球绦虫和少节棘球绦虫的外类群序列。MODELTEST version 3.06软件(Posada and Crandall, 1998)被用来建立和数据最切合的DNA替代模型。系统发育分析通过最大似然算法（maximum likelihood (ML) algorithm）进行。最大似然分析采用PAUP 4.0g10 (Swofford, 1998)。我们评估了1000次复制以强化结果。

在比较本地狼群和猞猁Lynx lynx的寄生虫类群相似性时，我们使用了索伦森二进制系数（binary coefficient of Sorensen）(Krebs, 1999)。有关猞猁的数据来自近期的另一个研究(Valdmann et al., 2004b)。

所有狼体内都感染有寄生虫，且共鉴定出13个种（一种吸虫、七种绦虫和五种线虫）（表1）。最普遍的种是有翼翼状吸虫Alaria alata和狭头钩虫Uncinaria stenocephala，同时这两种也是平均强度最高的，分别是303和11.6。每头狼体内平均有胃肠道寄生虫325只，数量从2到1571不等。本地毛形线虫Trichinella nativa和旋毛虫T. britovi都是在肌肉样本中发现的。丝虫属寄生虫Capillaria spp.的卵在三个粪便样本中发现，但我们没有在尸体上找到虫体。狭头钩虫U. stenocephala和犬弓蛔虫Toxocara canis的卵出现在粪便样本中。不同年龄性别组之间，寄生虫的感染强度没有差异。

各种寄生虫在爱沙尼亚狼（n=26）种群中的普遍程度和感染强度。

我们参考Abuladze (1964)提到的形态学标准鉴定出了一条狼体内存在的细粒棘球绦虫Echinococcus granulosus，对这两份样品的全基因组DNA分析证实了我们的判断。我们成功使用PCR扩增了其Eg9和Eg16位点的片段，并且PCR产物的量也和Gonzalez et al. (2002)的文献中描述的相当（图1）。当Eg9的PCR产物被用限制性内切酶切割时（图1），Cfo I不能切断细粒棘球绦虫E. granulosus的Eg9序列，但可以切断多房棘球绦虫E. multilocularis并得到和Gonzalez et al. (2002)论文中完全相同的限制图谱。限制性内切酶Rsa I没有识别出样本1的细粒棘球绦虫Eg9位点序列，但切断了样本2并得到了稍大于400碱基对的片段，这说明两个样本中的细粒棘球绦虫的Eg9序列或多或少有些差异。Rsa I无法切开多房棘球绦虫的Eg9序列。因此，PCR和PCR-RFLP证实了我们成功利用形态学特征鉴定出了细粒棘球绦虫。

对细粒棘球绦虫Echinococcus granulosus的PCR-RFLP分析（道5–12，两个样本并排）。多房棘球绦虫E. multilocularis（道1–4，一个样本）为对照实验。
各道情况：
(M) 基因标尺100 bp的DNA阶梯（Gene Ruler 100 bp DNA ladder）；
(1) 多房棘球绦虫 (E.mu)-Eg9 PCR；
(2) E.mu-Eg9 + CfoI；
(3) E.mu-Eg9 + RsaI；
(4) E.mu-Eg16；
(C) PCR阴性对照；
(5, 6) 细粒棘球绦虫 (E.gr)-Eg9 PCR，样品1和2；
(7, 8) E.gr-Eg9 + CfoI，样品1和2；
(9, 10) E.gr-Eg9 + RsaI，样品1和2；
(11, 12) E.gr-Eg16 PCR，样品1和2。

当mtND1基因片段通过PCR扩增并测序（该序列已被上传至基因银行[AY842287]）后，两个细粒棘球绦虫样本都给出了相同的由426碱基对（bp）组成的序列。当把这个序列和来自基因银行的序列并排比较时，我们发现来自爱沙尼亚的绦虫和AF525297（基因型G10）相同，这个mtND1序列来自芬兰的驯鹿和驼鹿(Lavikainen et al., 2003)。MODELTEST使用的TrN+I+G DNA替代模型，其最能符合我们获得的数据。在ML系统发育树上，来自爱沙尼亚的细粒棘球绦虫mtND1序列与其他序列的集群可以明显地从其他所有物种的序列中分辨出来，包括多房棘球绦虫（未展示数据）。系统发育树的拓扑结构和Lavikainen et al. (2003)的文献中描述的在本质上相同。种系发生图上最显著的特点在于，地理上相距遥远的基因型G10（来自芬兰和爱沙尼亚）和G8（来自美国）群组在一起；离他们最近的是G6和G7。G10和G8、G6相比有12处突变，和G7相比有14处。和G10相距最远的是G5，有28处突变。
本地狼群和猞猁间的寄生虫种群索伦森二进制系数为0.42。

本研究中，在爱沙尼亚狼群中所发现的所有寄生虫种类均曾见于临近的国家——俄罗斯、立陶宛和波兰(Soltys, 1964; Kazlauskas and Prusaite, 1976; Kozlov, 1977; Jushkov, 1995)。爱沙尼亚和周边地区的狼的寄生虫数量和种类也是我们对比的对象。寄生虫群落的相似性可能归咎于相似的食谱。如果可能，狼偏向于进食体型中等的有蹄类(Okarma, 1995)，但同时也会捕食较小的猎物，尤其是在夏季。野兔、小型啮齿动物、貉Nyctereutes procyonoides和河狸Castor fiber在爱沙尼亚狼的夏季食谱中都占有显著的比例(Valdmann et al., 1998)。

对两份细粒棘球绦虫样本（来自同一头狼）的PCR-RFLP分析显示它们在Eg9位点的基因型不同（图1，道10和11），意味着这头狼感染到绦虫的来源很可能不止一处。来自爱沙尼亚狼的细粒棘球绦虫mtND1序列和来自芬兰鹿科动物（驯鹿和驼鹿）体内的G10型相同(Lavikainen et al., 2003)。除G10外，另一种会在鹿科动物体内寄生的基因型是来自美国（明尼苏达州和阿拉斯加州）驼鹿的G8，这种绦虫同时也会感染人类(Bowles and McManus, 1993; McManus et al., 2002)。有趣的是，美国（明尼苏达州）的G8是芬兰和爱沙尼亚的G10最接近的类群；这些基因型，包括G6和G7，在系统发育树上都出现在同一簇(Lavikainen et al., 2003)。G8和G10对鹿类的专一性似乎可以解释它们在进化树上如此接近的原因。由于mtDNA基因型G6、G7、G8和G10相近的进化地位，结合G6、G7和G8都会感染人类的事实，我们得出G10可能也对人类具有潜在的威胁性。

Sweatman and Williams (1963)的文献曾描述过两个出现在北美洲的细粒棘球绦虫亚种：E. granulosus borealis（起源自北美）和E. granulosus canadensis（起源自斯堪的纳维亚）。基因型G10应该与E. g. canadensis有关(Lavikainen et al., 2003)。令人惊讶的是，爱沙尼亚发现的G10绦虫的形态学特征（体节的数量和孕节的长度）和E. g. borealis更为相似一些。然而，我们观察到的形态学特征是不完整的（受该绦虫感染的这只狼的验尸条件很差，所有绦虫样本都没有尾钩），并且样本数量有限，因此无法做更进一步实验以鉴定其亚种、或分析形态和mtDNA基因型的相互关系。同时，细粒棘球绦虫种群中存在相当大的形态变异(Thompson and McManus, 2001)，要进行亚种鉴定并得知基因型与表现型的关联，需要事先分析过来自全球范围的大量样品才行。

狼和猞猁之间的索伦森二进制系数值（0.42）可能反应了两者具有共同的猎物种类。事实上，本地狼群和猞猁在冬季的觅食生态位具有很高的重叠（Pianka生态系数为0.9）(Valdmann et al., 2005)，这大概是对两者为何拥有相似寄生虫类群的一个很好的解释。另一方面，如果两个物种的寄生虫类群高度相似，那么他们的觅食生态位的重叠可能也就十分显著。狼和猞猁间适中的寄生虫类群相似度可能是由于特定寄生虫种类对宿主的易感性不同；不同的夏季食谱可能也对其寄生虫类群具有影响。

感染有细粒棘球绦虫的野生动物种群可能成为将寄生虫传播至家养动物或人身上的重要贮存宿主。细粒棘球绦虫在家养环境下的生活史一般包括了作为最终宿主的狗和作为中间宿主的牲畜(Eckert et al., 2002)。爱沙尼亚的家养动物中，人们只在猪身上发现过细粒棘球绦虫的幼虫(Lesins, 1955)，没有关于受感染的狗的报道(Talvik, 1998; Jogisalu, 2003)。考虑到绦虫已经在爱沙尼亚的驼鹿种群中被发现(I. Jogisalu and T. Jarvis, unpubl. data)，我们可以推测狼体内的绦虫来自于这些被吃掉的驼鹿。因此，未来对爱沙尼亚包虫病的研究，需要着眼于评估不同生活史循环对其传播的影响。

1.        ABULADZE, K. I. 1964. Echinococcus granulosus (Batsch, 1786) Rudolphi 1801. In Common cestodology: Part 4. Taeniidae—tapeworms of animals and humans and causal agents of their illnesses. Nauka, Moscow, pp. 314–339. [In Russian.]
2.        AUL, J., H. LING, AND K. PAAVER. 1957. Mammals of ESSR. Eesti Riiklik Kirjastus, Tallinn, 247 pp. [In Estonian.]
3.        BANDI, C., G. LA ROSA, M. G. BARDIN, G. DAMIANI, S. COMINCINI, L. TASCIOTTI, AND E. POZIO. 1995. Random amplified polymorphic DNA fingerprints of the eight taxa of Trichinella and their comparison with allozyme analysis. Parasitology 110: 401–407.
4.        BOWLES, J., AND D. P. MCMANUS. 1993. NADH dehydrogenase I gene sequences compared for species and strains of the genus Echinococcus. International Journal for Parasitology 23: 969–972.
5.        ECKERT, J., P. M. SCHANTZ, R. B. GASSER, P. R. TORGERSON, A. S. BESSONOV, S. O.MOVSESSIAN, A. THAKUR, F. GRIMM, AND M. A. NIKOGOSSIAN. 2001. Geographic distribution and prevalence. In WHO/OIE manual on echinococcosis in humans and animals: A public health problem of global concern, M. Gemmell, F. X. Meslin and Z. Pawlowski (eds.). World Organisation for Animal Health, Paris, pp. 100–142.
6.        GONZALEZ, L. M., K. DANIEL-MWAMBETE, E. MONTERO., M. C. ROSENZVIT, D. P. MCMANUS, T. CARATE, AND C. CUESTA-BANDERA. 2002. Further molecular discrimination of Spanish strains of Echinococcus granulosus. Experimental Parasitology 102: 46–56.
7.        GORDON, D., C. ABAJIAN, AND P. GREEN. 1998. CONSED: A graphical tool for sequence finishing. Genome Research 8: 195–202.
8.        HILL, T. A. 1999. BIOEDIT: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acid Symposium Series 41: 95–98.
9.        HIRVELA-KOSKI, V., V. HAUKISALMI, S. S. KILPELA, M. NYLUND, AND P. KOSKI. 2003. Echinococcus granulosus in Finland. Veterinary Parasitology 111: 175–192.
10.        HOWIE, F. 2000. Necropsy and sampling techniques. In Disease of sheep, W. B. Martin and I. D. Aitken (eds.). Blackwell Science Ltd, Oxford, UK, pp. 495–496.
11.        JARVIS, T., I. MILLER, AND E. POZIO. 2001. Epidemiological studies on animal and human trichinellosis in Estonia. Parasite 8: 86–87.
12.        JOGISALU, I. 2003. Helminths of wolf (Canis lupus) and dog (Canis familiaris) in Estonia and comparison of their helmintofaunas. B.Sc. Thesis, University of Tartu, Tartu, 47 pp. [In Estonian with English summary.]
13.        JUSHKOV, V. F. 1995. Canis lupus L.—wolf. In Fauna of European part of Russia. Helminths of mammals. Nauka, Sankt-Peterburg, pp. 114–120. [In Russian.]
14.        KAZLAUSKAS, J., AND J. PRUSAITE. 1976. Helminths of the order Carnivora in Lithuania. Acta Parasitologica Lituanica 14: 33–41. [In Russian with English summary.]
15.        KOZLOV, D. P. 1977. Key of helminths of carnivores. Nauka, Moscow, 245 pp. [In Russian.]
16.        KREBS, C. J. 1999. Ecological methodology. Harper Collins, New York, 645 pp.
17.        LAVIKAINEN, A., M. J. LEHTINEN, T.MERI, V.HIRVELA-KOSKI, AND S. MERI. 2003. Molecular genetic characterisation of the Fennoscandian cervid strain, a new genotype group (G10) of Echinococcus granulosus. Parasitology 127: 207–215.
18.        LEPIKSAAR, J. 1986. The holocene history of theriofauna in Fennoscandia and the Baltic countries. Striae 24: 51–70. 364 JOURNAL OF WILDLIFE DISEASES, VOL. 42, NO. 2, APRIL 2006
19.        LESINS, K. L. 1955. Analysis of helminth fauna and seasonal dynamics of helminthosis of farm animals in South-East of ESSR; Can. Dissertation. Tartu, 181 pp. [In Russian.]
20.        LOUGAS, L., AND L. MALDRE. 2000. The history of theriofauna in the eastern Baltic region. Folia Theriologica Estonica 5: 86–100.
21.        MCMANUS, D. 2002. The molecular epidemiology of Echinococcus granulosus and cystic hydatid disease. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene 96: 151–157.
——, L. ZHANG, L. J. CASTRODALE, T. H. LE, M. PEARSON, AND D. BLAIR. 2002. Short report: Molecular genetic characterisation of an unusually severe case of hydatid disease in Alaska caused by the cervid strain of Echinococcus granulosus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 67: 296–298.
22.        MILLER, I. 2003. Trichinellosis in Estonia: Epidemiology, diagnosis and control. Ph.D. Thesis, Estonian Agricultural University, Tartu, 147 pp. [In Estonian with English summary.]
23.        MOKS, E., U. SAARMA, AND H. VALDMANN. 2005. Echinococcus multilocularis in Estonia. Emerging Infectious Diseases 11: 1973–1974.
24.        OIVANEN, L., C. M. CAPEL, E. POZIO, G. LA ROSA, T. MIKKONEN, AND A. SUKURA. 2002. Associations between Trichinella species and host species in Finland. Journal of Parasitology 88: 84–88.
25.        OKARMA, H. 1995. The trophic ecology of wolves and their predatory role in ungulate communities of forest ecosystems in Europe. Acta Theriologica 40: 335–386.
26.        PARRE, J. 1985. Veterinary parasitology. Valgus, Tallinn, pp. 230–232. [In Estonian.]
27.        POSADA, D., AND K. A. CRANDALL. 1998. MODELTEST: Testing the model of DNA substitution. Bioinformatics 14: 817–818.
28.        SHIMALOV, V. V., AND V. T. SHIMALOV. 2000. Helminth fauna of the wolf (Canis lupus Linnaeus, 1758) in Belorussian Polesje. Parasitology Research 86: 163–164.
29.        SOLTYS, A. 1964. Helmintofauna wilkow. Wiadomosci Parazytologiczne 1: 59–64. [In Polish.]
30.        SWEATMAN, G. K., AND R. J. WILLIAMS. 1963. Comperative studies on the biology and morphology of Echinococcus granulosus from domestic livestock, moose and reindeer. Parasitology 53: 339–390.
31.        SWOFFORD, D. L. 1998. PAUP*: Phylogenetic analysis using parsimony (*and other methods), Version 4.0g10. Sinauer Associates, Sunderland, Massachusetts, TALVIK, H. 1998. Dog intestinal helminth parasites of urban and suburban area of Tartu. Eesti Loomaarstlik Ringvaade 2: 43–45. [In Estonian.]
32.        THOMPSON, J. D., D. G. HIGGINS, AND T. J. GIBSON. 1994. CLUSTAL W: Improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position specific gap penalties and weight matrix choice. Nucleic Acid Research 22: 4673–4680.
33.        THOMPSON, R. C. A., AND D. P. MCMANUS. 2001. Aetiology: parasites and life-cycles. In WHO/ OIE manual on echinococcosis in humans and animals: A public health problem of global concern, M. Gemmell, F. X. Meslin and Z. Pawlowski (eds.). World Organisation for Animal Health, Paris, pp. 1–16.
——, AND ——. 2002. Towards a taxonomic revision of the genus Echinococcus. Trends in Parasitology 18: 452–457.
34.        TURCEKOVA, L., V. Sˇ NABEL, S. D’AMELIO, M. BUSI, AND P. DUBINSKI. 2003. Morphological and genetic characterization of Echinococcus granulosus in the Slovak Republic. Acta Tropica 85: 223–229.
35.        VALDMANN, H., O. KOPPA, AND A. LOOGA. 1998. Diet and prey selectivity of wolf Canis lupus in middle- and south-eastern Estonia. Baltic Forestry 4: 42–45.
——, N. LAANETU, AND M. KORSTEN. 2004a. Group size changes and age/sexcomposition of harvested wolf (Canis lupus) in Estonia. Baltic Forestry 10: 83–86.
——, E. MOKS, AND H. TALVIK. 2004b. Helminth fauna of Eurasian lynx (Lynx lynx) in Estonia. Journal of Wildlife Diseases 40: 356–360.
——, Z. ANDERSONE, O. KOPPA, J. OZOLINS, AND G. BAGRADE. 2005. Winter diets of wolf (Canis lupus) and lynx (Lynx lynx) in Estonia and Latvia. Acta Theriologica 50: 521–527.
36.        VERSTER, A. 1969. A taxonomic revision of the genus Taenia Linnaeus, 1758. Journal of Veterinary Research 36: 3–58. Received for publication 22 March 2005.